Live & DeadTM 动物细胞活力/毒性检测试剂盒 (Calcein AM, PI) 产品说明书
Live & DeadTM 动物细胞活力/毒性检测试剂盒 (Calcein AM, PI)
产品货号：XK6037S
产品规格：30T, 150T, 300T
产品内容：
组分 L6037S (30T) L6037M (150T) L6037L (300T)
A. 4 mM Calcein AM（无水 DMSO） 10 μL 50 μL 100 μL
B. 1.5 mM Propidium（PI in H2O） 50 μL 250 μL 500 μL
注：本试剂盒次数是按照流式细胞仪一个样品使用 0.5 mL工作液规定的。
光谱信息：Calcein AM：Ex/Em = 494/517 nm，PI：Ex/Em（结合 DNA）=535/617 nm
储存条件
-20?C 避光保存。注意 Calcein AM 容易水解，需密封干燥保
存，稀释工作液需当天配制。有效期见外包装。
产品介绍
Live & DeadTM 动物细胞活力/毒性检测试剂盒
(Calcein AM, PI)是一种检测动物细胞死活的双荧光染色试
剂盒。 试剂盒内的两种探针可分别通过测定细胞内酯酶活性
和质膜完整性从而反映细胞活力。 本试剂盒可用于荧光显微
镜、流式细胞仪、酶标仪以及其他荧光检测系统。
本试剂盒可应用于大多数的真核哺乳动物细胞， 包括贴
壁细胞核的某些组织，但不适用于真菌和酵母。本试剂盒与
相同用处的台盼蓝相比，更快捷安全且灵敏度更高。
使用方法
荧光显微镜检测
1. 准备工作液
准备 2 μM Calcein AM 和 4.5 μM PI的染色工液：取出
Calcein AM 和 PI 原液，恢复至室温。将 30 μL 1.5 mM PI
和 5 μL 4 mM Calcein AM 与 10 mL PBS 或其他无血清缓冲
液或培养基混合，涡旋混匀。上述工作液可直接用于细胞染
色。
注：Calcein AM 的水溶液易水解，应当天用完。Calcein
AM 和 PI 的浓度选择依据所用细胞类型不同而有所区别，
推荐浓度范围为 0.1~10 μM。
2. 准备细胞并开展实验
（1）对于贴壁细胞，可直接进行染色。对于悬浮细胞，离
心收集细胞染色。
（2）用 1×PBS 充分清洗细胞 2~3次，以充分去除残留的酯
酶活性。
（3）对于贴壁细胞，加入足够量的 Calcein AM/PI染色工作
液。对于悬浮细胞，加入适量的染色工作液，使细胞密度控
制在 1-5×105
/mL。
（4）室温避光孵育 15 min~20 min(如果工作液浓度较高或
者孵育温度较高，应适当的减少孵育时间)。
（5）荧光显微镜下观察标记的细胞。
流式细胞仪检测
1. 取出试剂，恢复至室温。
2. 准备 2 μM Calcein AM和 4.5 μM PI 的染色工作液：取出
Calcein AM和 PI原液， 恢复至室温。 将 30 μL 1.5 mM PI 和
5 μL 4 mM Calcein AM 与 10 mL PBS或其他无血清缓冲液
或培养基混合，涡旋混匀。上述工作液可直接于细胞染色。
3. 用 1×PBS充分清洗细胞2~3次。
4. 用 0.5 mL 染色工作液悬浮细胞，控制细胞密度为
1-5×105
/mL。注：推荐额外准备两管样品，每管只加入一种
染料（Calcein AM 和 PI），用于流式单染的补偿调节。
5. 室温避光孵育 15-20 min。
6. 在 1-2 h内，通过流式细胞仪检测细胞活性。Calcein AM
可以由488 nm激光激发， 检测荧光发射光谱约在530 nm处，
PI 发射光约在 617 nm处。
注：细胞圈门时，注意排除细胞碎片，使用单染管调节
补偿，双染管流式检测应获得两个相对独立的细胞群：显示

绿色荧光的活细胞群和红色荧光的死细胞群。

酶标仪检测
1. 在 96孔板中培养适量的贴壁或悬浮细胞。
注意： 用 1%的皂苷或 0.1-0.5%洋地黄皂苷处理细胞 10 min，
即可得到死细胞。
2. 准备 2 μM Calcein AM 和 4.5 μM PI 的染色工作液：取出
Calcein AM 和 PI原液，使其恢复室温。将 30 μL 1.5 mM PI
和 5 μL 4 mM Calcein AM 与 10 mL PBS 或其他无血清缓冲
液或培养基混合，涡旋混匀。
注: 10 mL 的染色液足够染色一个96孔板， 可根据实验需要
调整染色液的体积。 Calcein AM和PI的浓度可在0.1~10 μM
之间摸索。
注：Calcein AM 的水溶液易水解，应当天用完。
3. 用 1×PBS充分清洗细胞，以充分去除残留的酯酶活性。
对于贴壁细胞，每孔加 100 μL PBS 清洗细胞。对于悬浮细
胞，加 100 μL PBS重悬细胞，离心去上清。重复上述操作。
4. 每孔中加入 100 μL PBS。
5. 每孔中加入100 μL染色工作液， 使每孔总体积为200 μL，
Calcein AM 的终浓度为 1 μΜ，PI 的终浓度为 2.25 μM。轻
轻摇晃培养板，使液体均匀覆盖细胞。
6. 室温避光孵育 30~45 min。
7. 酶标仪检测。当酶标仪设置为 fluorescein 时，可以检测
Calcein AM；当酶标仪设置为 rhodamine 或 Texas Red 时，
可以检测 PI。根据光谱特性选择 的发射及激发波长。
注：通过对比样品组与对照组测量的 Relative fluorescence
values (RFU)，可以得出死细胞与活细胞数量的变化。下面
也提供了另一种数据分析的方法。
计算某个区域活细胞与死细胞的比例
下面方法可计算出死细胞与活细胞的比例。 需要的样品
有死细胞对照组、活细胞对照组及待测样品组。1%的皂苷
或 0.1-0.5%洋地黄皂苷处理细胞 10 min，即可得到死细胞。
1. 准备染色工作液及按上述步骤染色细胞。另外，分别准
备 1 mL 2 μM Calcein AM 和 4 μM PI 溶液，按照下列指示
来染色对照组。
2. 样品组及对照组测量：
A. 样品组在 517 nm 的测量值，记为 Calcein AM 和
PI=F(517)sam。
B. 样品组在 617 nm 的测量值，记为 Calcein AM 和
PI=F(617)sam。
C. 死细胞 PI 单染对照组在 617 nm 的测量值，记为
PI=F(617)max。
D. 死细胞 Calcein AM 单染对照组在 617 nm的测量值，记
为 Calcein AM=F(617)min。
E. 活细胞 PI 单染对照组在 517 nm 的测量值，记为
PI=F(517)min。
F. 活细胞 Calcein AM 单染对照组在 517 nm 的测量值，记
为 Calcein AM=F(517)max。
G. 没有细胞的空白对照孔（加染料或不加染料均可），517
nm处的检测值记为F(517)0。
H. 没有细胞的空白对照孔（加染料或不加染料均可），617
nm处的检测值记为F(617)0。
3. 根据测量数据计算死细胞与活细胞的比例：
% Live Cells = (A - E) ÷ (F - E)
% Dead Cells = (B - D) ÷ (C - D)
注： 所有的F(517)和F(617)都减去相应的F(517)0和F(617)0。
确定某个区域活细胞与死细胞的比例
通过制作 517 nm和 617 nm 处的荧光光谱标准曲线，
可以确定死细胞与活细胞的数量， 每个染料的荧光强度分别
与样品中死细胞或活细胞的数量成直线型关系。

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本产品仅用于科研

Live & DeadTM 动物细胞活力/毒性检测试剂盒 (Calcein AM, PI)